Забор крови у коров из яремной вены. Взятие крови у животных

Если взятие крови у животного безопасно, то идеально собрать исходные образцы для проведения общего клинического и биохимического анализа до назначения какого-либо лечения.

Венепункция может быть очень большим стрессом даже для здоровых животных, так как требуется сильная фиксация для получения доступа к месту забора крови. Возможные места венепункции варьируются в зависимости от вида и стабильности пациента. Для облегчения забора крови может потребоваться анестезия или седация, но если животное находится в критическом состоянии, риск проведения таковых должен быть тщательно взвешен.

Поскольку общий объем крови варьируется в зависимости от вида животного, как правило, у большинства грызунов он составляет примерно 8% от веса тела. В общем объем забираемой крови у здоровых животных должен быть не более 10% от общего объема крови, или примерно 1% от общего веса тела. У больных пациентов в критических состояниях забор крови для анализа должен составлять не более 0,5 % от общего веса тела.

Описано много техник взятия крови у животных.

К наиболее доступным сосудам относят латеральную подкожную вену задней конечности (lateral saphenous) и головную вену, при взятии крови из этих мест фиксация сводится к минимуму. Эти сосуды дают минимальные объемы крови и у очень мелких пациентов спадаются даже при минимальном аспирационном давлении. В качестве альтернативы можно использовать инсулиновый шприц объемом 0,3 мл с извлеченным плунжером и малокалиберной (27-го или 29-го калибра) иглой, которую вводят в вену, и кровь собирается от разъема иглы в полости шприца в гепаринизированный гематокритный капилляр. Малокалиберная игла для подкожных инъекций также может вводиться в сосуд, и кровь собирается в том же порядке, но использование шприцевой техники обеспечивает большую стабильность иглы в сосуде во время забора крови.

Латеральная вена хвоста может использоваться для взятия крови в небольших или средних количествах у песчанок, мышей и крыс. У крысы есть вентральная хвостовая артерия, которая может дать достаточное количество крови, но такая техника требует опыта.

Венепункция яремной вены может быть осложнена, так как у многих животных короткая толстая шея с большими жировыми отложениями, закрывающими доступ. Фиксация животного для этой процедуры вызывает стресс; для взятия крови у животных из этой области часто требуется анестезия.

Пункция краниальной полой вены под наркозом также возможна у некоторых животных. К возможным рискам этого метода относят: кровотечение в грудную и/или перикардиальную полость и пенетрацию сердца. Для снижения вероятности возникновения осложнений используют иглу калибра 25- 27 и шприц объемом 0,5-1 мл. У морских свинок и шиншилл (у которых недоразвиты ключицы), иглу 25-го калибра и длиной 16 мм вводят краниальнее рукоятки грудины и первого ребра. У других животных хорошо развита ключица, и иглу 27-го калибра длиной 12 мм вводят дорсальнее ключицы, что облегчает взятие кров у животного. Неправильное размещение иглы между ключицей и первым ребром смещает иглу латеральнее и осложняет забор крови у животного.

На практике ветеринары часто используют бедренную вену для взятия крови у животных в наркозе, что позволяет взять достаточное количество крови. У животных в положении на спине бедренная артерия пальпируется глубоко в паховой области, и игла вводится параллельно ей. Если бедренная артерия была неосторожно повреждена при венепункции, то следует зажать место пункции на несколько минут после взятия крови у животных.

Взятие крови из венозного сплетения орбиты и пункция сердца рекомендуются только в качестве крайней меры и у животных в наркозе.

ЦЕЛЬ ЗАНЯТИЯ: Ознакомиться с методами взятия крови у сельскохо­зяйственных животных, изучить соотношение и взаимосвязь составных частей крови, получить плазму, сыворотку, дефибринированную кровь и фибрин, определить время свертывания крови при различных температурных условиях.

Работа 1 . Получение крови у животных.

Для взятия крови у животных производят обработку операционного поля (выстригание и выбривание волосяного покрова, протирание кожи спиртом и эфиром), а затем надрезают (прокалывают) кровеносный со­суд или вводят в него иглу определенной формы и диаметра, предва­рительно подвергнутые стерилизации. Принудительной фиксация жи­вотных при взятии крови следует избегать. Для получения крови у мелких животных и птиц иногда прибегают к пункции желудочка сердца.

Лошади крупный и мелкий рогатый скот.

Небольшие количества крови для морфологического анализа у лошадей и крупного рогатого скота получают из ушной вены путем её надреза или прокола инъекционной иглой. Для получения большого количества крови, а также для внутренних вливаний производят пункцию яремной вены на границе верхней и сред­ней трети шеи (рис. 48).

После фиксации животного большим пальцем левой руки сдавливают вену ниже места пункции (у крупного и мелкого рогатого скота накладывают резиновый жгут), затем прокалывают кровопуска­тельной иглой кожу и стенку ванн. Иглу вводят против тока крови под углом 45°. Кровь собирают в стерильный сосуд.

Свиньи.

У свиней малые количества крови получают путем надреза скальпелем большой ушной вены. Центральный, конец сосуда у корня уха зажимают при этом пальцами. Для получения большого количества крови отсекают ножницами или скальпелем отрезок хвоста длиной 1…1.5 см.

А - с левой стороны, Б - с правой стороны.

Рис. 48. Взятие крови у ло­шади из яремной вены.

По окончании кровопускания рану дезинфицируют, а кончик хвоста сдавливают резиновым коль­цом или перетягивают бинтом на 1…2 суток.

Собаки.

Небольшие количества крови у собак (кошек) получают путем надре­за уха или прокола мягкой части ступни. Для получения больших пор­ций крови производят пункцию переднепружной плюсневой вены, рас­положенной на наружной поверхности голени (рис. 49). Животное кладут на бок или фиксируют в станке, конечности сдавливают руками или жгутом ниже коленного сустава. Иглой прокалывают сначала кожу, а затем - стенку вены, насасывают кровь в шприц.

Кролики.

Малое количество крови у кроликов получают путем надреза или про­кола вены, расположенной снаружи по тонкому краю уха. Местом кровопускания может служить и грудная вена, расположенная на грудной клетке сбоку. В некоторых случаях прибегают к пункции сердца.

Рис. 49. Пункция переднепружной плюсневой вены у собак.

Птицы.

Небольшие порции крови у кур и индеек получают путем надреза или скарификации гребня (сережек). У гусей и уток делают прокол мяко­ти ступни. В большом количестве кровь у птиц получают из подкожной под-крыльцевой вены, расположенной на внутренней поверхности крыла. Перья выщипывают, вену сдавливают пальцем в области локтевого сус­тава, прокол делают под углом на уровне локтевого сгиба.

Заполнить таблицу 14 получения большого и малого количества крови у разных видов животных.

В своей практической деятельности ветеринарным специалистам при выполнение плана противоэпизоотических мероприятий, а также при исключении тех или иных инфекционных заболеваний приходится проводит взятие проб крови от животных. При этом у лошадей, крупного рогатого скота, верблюдов, оленей, овец и коз кровь берут из яремной вены в верхней трети шеи. Иглы для взятия крови обязательно стерилизуются кипячением . Кровь берется от каждого животного отдельной иглой . В последние годы забор крови от животных проводится вакуумными пробирками или одноразовыми шприцами из подхвостовой вены.

1. Шерсть на месте взятия крови тщательно выстригается, кожа дезинфицируется 70% спиртом.

2. При взятии крови специалист должен следить, чтобы кровь стекала по стенке пробирки струей, а не каплями. Кровь, взятая каплями и вспененная, скорее гемолизируется и часто дает неправильные результаты показаний при исследовании. Во время взятия крови ветспециалист должен следить, чтобы кровь не попадала в кормушку и на землю . Для этого ветспециалист при взятие крови из вены должен пользоваться тазиком с дезинфицирующей жидкостью, куда спускают первую порцию крови.

У свиней кровь берется из уха (иглой или шприцем) или из кончика хвоста. Хвост перед взятие крови обмывают водой с мылом и дезинфицируют 70% спиртом, затем кончик отрезают ножницами. После взятия крови кончик хвоста обрабатывают йодом, перевязывают или прижигают.

У птиц кровь берут из вены крыла или гребешка. Брать кровь надо по возможности утром, до кормления животного.

3. Объем: Для серологического исследования от крупных животных кровь берут в количестве 7-10мл, а от мелких животных в объеме 2-4мл.

4. Взятую кровь выдерживают около часа при температуре 30-35 градусов для свертывания, а затем выносят в прохладное помещение для отстаивания .

5. Сроки доставки: сыворотка крови должна быть доставлена в ветлабораторию, в течение первых суток. И в исключительных случаях не позднее третьего дня после ее взятия!!!

6. При пересылке сыворотки на большое расстояние, особенно летом ее необходимо консервировать 5%-ным раствором карболовой кислоты на физиологическом растворе из расчета на каждые 9мл сыворотки 1мл раствора карболовой кислоты или 1-2капли раствора на 1мл сыворотки.

Сыворотку можно консервировать также высушиванием. Для высушивания сыворотку наносят на фильтровальную бумагу размером 5*5см в количестве 0,4мл и выдерживают в комнате при рассеянном свете до полного высыхания . После этого на каждой бумаге с высушенной сывороткой делают соответствующие записи карандашом и завертывают в пергаментную бумагу (каждую пробу отдельно), а затем упаковывают в конверт и в таком виде отсылают в лабораторию.

7. Для серологического исследования в лабораторию особенно от вблизи расположенных хозяйств можно отправлять и цельную кровь, не отделяя сыворотку, но при условии, что в пути ее не будут встряхивать и она не подвергнется гемолизу.

8. Маркировка: на каждой пробе сыворотки крови или крови указывают ее порядковый номер, инвентарный номер животного (кличку животного, фамилию владельца животного).

9. Оформление: к сопроводительному письму на пробы крови, направляемые в плановом порядке для серологического или гематологического исследования, прилагается опись проб в 2-х экземплярах. Смотри приложение №1. (doc)

10. Упаковка и транспортировка: Пробирки с кровью или сывороткой плотно закрывают стерильными пробками и устанавливают для пересылки в строго вертикальном положении (на лицевой стороне посылки вверху должна быть надпись «осторожно-стекло!» и «Верх») . Зимой кровь и сыворотку упаковывают и пересылают так, чтобы они не замерзали .

1. Исследование крови животных

К специальным методам исследования крови прибегают в тех случаях, когда необходимо и возможно установить диагноз на уровне изучения морфологических характеристик клеток в мазке или изменения их функциональных свойств под воздействием различных факторов. В первом случае исследования ведут с использованием цитохимических красителей, специфически реагирующих с определенными включениями или компонентами клеток; функциональные свойства клетки определяют как ответ на физико-химические воздействия .

1.1 Правила взятия крови у животного

Условия взятия крови и ее сохранность до начала лабораторных исследований имеют важное значение при получении достоверных результатов. Во многом эти результаты зависят от техники взятия крови и используемых при этой инструментов. В организме различает артериальную, венозную и капиллярную кровь, которая имеет незначительные цитологические и биохимические отличия. Для морфологических исследований пользуются почти исключительно капиллярной кровью, а при биохимических – венозной.

Капиллярную кровь берут из внутренней поверхности ушной раковины. Шерсть на месте взятия крови выстригают, очищают место укола ватным тампоном, смоченным спиртом-эфиром. Укол делают на глубину до 2 мм. Первую каплю крови стирают, т.к. она содержит случайные примеси и лимфу, а последующие берут для исследования. Очень важно, чтобы кровь вытекала из ранки без надавливания на ткани, иначе она смешивается с лимфой и изменяет свой клеточный и биохимический состав. Истечение крови можно ускорить, если предварительно прогревать место укола в теплой воде или источником сухого тепла (фен, электролампа).

При венепункции прокол окружающих вену тканей и стенки вен делают в один прием. Иглы для взятия крови должны быть с коротким срезом и достаточно большим диаметром, чтобы не травмировать противоположную стенку вены и не вызвать повреждения эритроцитов. Предварительно иглы стерилизуют кипячением в 1%-ом растворе бикарбоната натрия, место вкола обрабатывают аналогично получению капиллярной крови.

При взятии крови из яремной вены иглу вкалывают на границе перехода верхней трети шеи в среднюю. Чтобы вызвать достаточное наполнение вены и уменьшать ее подвижность, вену сдавливает в середине шеи резиновым жгутом или пальцем. При проколе вены необходимо держать иглу в руке так, чтобы направление ее совпало с линией хода вены и чтобы срез иглы был направлен вверх, к голове. Иглу вкалывают под острым углом – в 20–30°. При попадании в вену из иглы вытекает кровь.

Кровь должна стекать по стенке пробирки по избежании разрушения эритроцитов и при необходимости немедленно смешиваться с достаточным количеством антикоагулянта.

Перед извлечением иглы из вены резиновый жгут снимают, пережимают вену пальцем выше места вкола, иглу извлекают, а место вкола некоторое время сдавливают тампоном для предотвращения образования гематомы. В заключении область венепункции дезинфицируют настойкой йода и заливают Колодием .

В зависимости от характера исследований готовят определенное количество пробирок. Стенки стеклянной посуды способны обмениваться ионами с кровью, а следы моющих средств и поврежденные пробирки влияют на активность, ферментов. Это можно исключить, если использовать пластмассовые, пробирки одноразового пользования; для некоторых исследований стенки стеклянных пробирок покрывают слоем парафина или силиконового масла.

В зависимости от задач исследования анализу подвергают цельную кровь, плазму или сыворотку.

В цельной крови определяют морфологические показатели, а также содержание глюкозы, кетоновых тел, меди, цинка, кобальта, марганца, селена и др., т.е. веществ, равномерно распределенных между плазмой и эритроцитами. Для исследования веществ, неравномерно распределенных между клетками и жидкой частью крови, следует использовать сыворотку или плазму. В сыворотке, например, исследуют общий белок и его фракции, остаточный азот, мочевину, свободные аминокислоты, липиды, холестерин, билирубин, кальций, неорганический фосфор, магний, йод, связанный с белком (СБЙ), каротин, витамины, ферменты и др. В плазме – резервную щелочность, содержание натрия, калия, неорганического фосфора, магния, каротина, витаминов А, С и др.

Для получения пробы цельной крови или плазмы ее стабилизируют, т.е. в пробирку вносят противосвертывающее вещество – антикоагулянт. Антикоагулянты лучше применять в виде растворов.

Для получения сыворотки пробирки с кровью рекомендуется в процессе взятия крови помещать в термостат с температурой до 38°С. При массовых обследованиях животных таким импровизированным термостатом может быть достаточная емкость с водой указанной температуры. После завершения работ по взятию крови, свернувшиеся пробы обводят тонкой спицей из нержавеющей стали для лучшего отделения сыворотки и ставят в термостат при 37–38°С на 1–2 часа для окончательного отделения сыворотки. Сыворотку сливают и центрифугируют 20 минут при 2000–3000 об/мин.

Для получения плазмы кровь с антикоагулянтом центрифугируют 20–30 минут при 2000–3000 об/мин. Плазма крови отличается от сыворотки наличием фибриногена.

Цельную кровь, плазму и сыворотку для непродолжительного хранения помещают в холодильник (+2…+4°С), длительное хранение сыворотки требует температуры – 20°С.

Нарушение условий хранения проб может стать причиной погрешностей анализа. В результате длительного стояния сыворотки, над эритроцитами могут наступить сдвиги в концентрации ряда компонентов: повышается концентрация калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы, понижается содержание глюкозы вследствие гликолитических процессов. При температуре около 20°С в цельной крови возрастает содержание аммиака, многие ферменты даже при температуре холодильника быстро теряют свою активность (креатинкиназа, кислая фосфатаза), в лактатдегидрогеназа, напротив, быстрее теряет активность при низких температурах .

Возникший при взятии или хранении гемолиз эритроцитов приводит к повышению концентрации калия, активности кислой фосфатазы, аминотрансфераз, лактатдегидрогеназы, гидроксибутиратдегидрогеназы. Неумелое встряхивание проб при перемешивании их содержимого или при транспортировке также может вызвать гемолиз эритроцитов.

При проведении специальных исследований нужно внимательно следить за выполнением особых, оговоренных в описании методик правил взятия, консервации и хранения проб крови .

1.2 Определение скорости оседания эритроцитов (СОЭ)

Скорость оседания эритроцитов (СОЭ) – неспецифический лабораторный показатель крови, отражающий соотношение фракций белков плазмы; изменение СОЭ может служить косвенным признаком текущего воспалительного или иного патологического процесса. Проба основывается на способности эритроцитов в лишенной возможности свёртывания крови оседать под действием гравитации. В норме величина СОЭ у собак не превышает 2–5 мм/час, а у кошек – 6–10 мм/час.

Принцип метода заключается в следующем. Удельная масса эритроцитов превышает удельную массу плазмы, поэтому они медленно оседают на дно пробирки. Скорость, с которой происходит оседание эритроцитов, в основном определяется степенью их агрегации, то есть их способностью слипаться вместе. Из-за того, что при образовании агрегатов уменьшается отношение площади поверхности частиц к их объёму, сопротивление агрегатов эритроцитов трению оказывается меньше, чем суммарное сопротивление отдельных эритроцитов, поэтому скорость их оседания увеличивается. Агрегация эритроцитов главным образом зависит от их электрических свойств и белкового состава плазмы крови. В норме эритроциты несут отрицательный заряд и отталкиваются друг от друга. Степень агрегации (а значит и СОЭ) повышается при увеличении концентрации в плазме так называемых белков острой фазы – маркеров воспалительного процесса. В первую очередь – фибриногена, C-реактивного белка, церулоплазмина, иммуноглобулинов и других. Напротив, СОЭ снижается при увеличении концентрации альбуминов.

Определение СОЭ проводят методом Панченкова (в капилляре). В методе Панченкова в качестве антикоагулянта используют цитрат натрия. В капилляр набирают 2,5 мкл цитрата и в тот же капилляр добирают 7,5 мкл крови или в заранее раскапаные пробирки с цитратом добавляют 7,5 мкл крови, кровь с цитратом перемешивают в пробирке, снова набирают в капилляр и устанавливают в специальный штатив на 1 час. По методу Вестергрена (в пробирке).

В градуированный на 100 делений капилляр Панченкова набирают до метки «Р» 5%-ый раствор цитрата натрия и переносят его на часовое стекло. Затем в тот же капилляр набирают дважды кровь до метки «К» и оба раза выдувают её на часовое стекло. Кровь, тщательно перемешанную с цитратом натрия, вновь набирают в капилляр до метки «К». Капилляр ставят в штатив строго вертикально. СОЭ учитывают через 1 час, при необходимости через 24 часа и выражают в миллиметрах.

Более ста лет данный лабораторный тест применяется для количественного определения интенсивности разнообразных воспалительных процессов. Так, чаще всего увеличение СОЭ связано своспалительными процессами, отравлениями, инфекциями, инвазиями, опухолями, гемобластозами, кровопотерей, травмами, оперативными вмешательствами.

Хотя воспаление и является наиболее частой причиной ускорения оседания эритроцитов, увеличение СОЭ также может обусловливаться и другими, в том числе и не всегда патологическими, состояниями .

Несмотря на свою неспецифичность определение СОЭ все еще является одним из наиболее популярных лабораторных тестов для установления факта и интенсивности воспалительного процесса.

1.3 Определение содержания гемоглобина

Определение содержания гемоглобина в крови животных является одним из самых важных и массовых показателей. Для определения гемоглобина чаще всего анализируют производные гемоглобина, образовавшиеся в процессе его окисления и присоединения к гену различных химических групп, приводящих к изменению валентности железа и окраски раствора .